数据分析流程
来自知乎孟浩巍的“快速入门生物信息学的”Live
1.数据质控
首先是质控部分，使用fastqc进行对结果分析。
对于Illumia二代测序的结果质控包括两个方面，去掉测序质量不好的序列，即Quality Control；二是需要去掉连在玻璃上的短的接头，cut adaptor。
-t 8表示调用8个核心去运算。
之后，对每一个序列文件都生成一个zip和一个html文件。
例如：
那么这2500000肯定是不同的基因，只不过这个机器的测序长度是150，所以所有的基因长度都是相同的。
对250万reads，每个位点的Q做一个箱线图，要求箱线值最低点高于20%，否则需要将那部分切除。
在145左右的的序列Q值较低测序不稳，所以这样的序列145之后的全不要了。
这个是GC含量图，通常A和T相同，C和G相同，但是前10bp不稳定，需要切除。
表示测序过程中测到的段序列的含量，横轴是1-150bp,纵轴是百分比。由于某种原因导致测的绝大多数都是测的adaptor。
这个主要是衡量建库水平，建库中通常有6-8轮的PCR，但有时会出现过P的现象，当duplication过高的情况下，需要去dup。但是在RNA-seq里通常是不去dup的。
②接下来，使用fastx_trimmer去头去尾。
zcat $fastq_1 | fastx_trimmer -f 11 -l 140 -z -o $out_fastq_1 &
zcat解压缩，$fastq_1是输入的第一个文件，这个文件解压缩之后的结果给fastx_trimmer这个命令，
这个命令的参数-f是指first即保留的第一个bp（这里前10bp剪切掉了）；last即保留的最后一个bp(保留到第140bp)，-z是压缩命令，-o是输出到这个文件里。
//其中$：在bash里表示当前是普通用户；是变量引用操作符。a=10; echo $a会输出10。
③使用cutadaptor去掉两端的adaptor。
trimmer之后有一个去adaptor的过程，使用cutadaptor的软件，
nohup cutadapt --times 1 -e 0.1 -0 3
--quality-cutoff 6 -m 50 -a AGATCGGAAGAGC
-A AGATCGGAAGAGC -o $out_fastq_1
-p $out_fastq_2 $fastq_1 $fastq_2 > $log_file 2>$1 &
//times 1一条序列只去一次Adaptor；-e 0.1在匹配时可以有10%的错误率；-O 3 adaptor序列必须和测序序列有3个碱基以上的overlap才可以；常用6；-m 50如果处理之后低于50的话就扔掉序列，短序列测序质量可能不是很好；-a和-A是Illumina常用的通用引物，之所以输入两个，是因为我是一个双端测序的结果，需要对两个文件内容进行分别去除，-a对应Reads1，-A对应reads2，$fasrq_1和_2是上一步的输出；>最后是写入log文件
//其中nohup：不挂断地运行命令。
//2>$1：$1是传递给shell脚本的第一个参数；（转自:https://www.cnblogs.com/kaituorensheng/p/4002697.html）
$# 是传给脚本的参数个数
$0 是脚本本身的名字
$1 是传递给该shell脚本的第一个参数
$2 是传递给该shell脚本的第二个参数
$@ 是传给脚本的所有参数的列表
$* 是以一个单字符串显示所有向脚本传递的参数，与位置变量不同，参数可超过9个
$$ 是脚本运行的当前进程ID号
$? 是显示最后命令的退出状态，0表示没有错误，其他表示有错误
例子:
##dels.sh echo "number:$#" echo "scname:$0" echo "first :$1" echo "second:$2" echo "argume:$@" echo "show parm list:$*" echo "show process id:$$" echo "show precomm stat: $?"
[@jihite]$ sh del.sh 1 2 3 number:3 scname:del.sh first: 1 second:2 argume:1 2 3 show parm list:1 2 3 show process id:21057 show precomm stat: 0
//Linux中文件重定向符> <
>覆盖文件；>>追加内容；如果重定向输出的文件不存在，则会新建文件。
<从文件中读入；
2>将命令执行过程中出现的错误信息（选项或者参数错误） 保存到指定的文件中，而不是直接显示到显示器；2是指错误文件的编号（标准的输入输出中省略了1 0编号）
每个进程都和三个系统文件相关联：标准输入stdin，标准输出stdout和标准错误stderr，三个系统文件描述分别为0,1和2.所以这个意思是将标准错误也输出到标准输出中。
//cat命令
三大功能：1.一次显示整个文件，cat filename；2.从键盘创建一个文件,cat > filename；3.将几个文件合并为一个文件，cat file1 file2 > file。
// ./是什么意思？
表示当前目录，./aaa表示执行在当前目录下的aaa。./后跟脚本文件，用来执行脚本。
④将RNA序列比对到rRNA上，保留不能比对到rRNA的结果。
nohup bowtie2 -x $rRNA_index -1 $fastq_1 -2 $fastq_2 -S $sam_out -p 4 --un -c onc-gz $fastq_unmap > $log 2>&1 &
一般通过map到rRNA中的比例来衡量建库的质量。一般的要求rRNA的比例不超过10%。
rRNA就是核糖体RNA， 是3类RNA中相对分子质量最大的，是在mRNA的指导下将氨基酸合称为肽链，rRNA占RNA总量的82%。单独存在时不执行功能，多与蛋白质结合在一起形成核糖体。
//核糖体：是细胞中的一种细胞器，主要由RNA和蛋白质构成，其唯一功能是按照mRNA的指令将氨基酸合成蛋白质多肽链，所以核糖体是细胞内蛋白质合成的分子机器。
//-x对应rRNA的索引序列；-1，-2是刚输出的reads1和reads2；-S是比对结果的输出文件；-p 4使用四个核心去运算（p就是processor吧！）；一长串-gz，输出比对不上的结果；
⑤随后需要使用tophat2将过滤掉的reads比对到ref基因组上
如果mRNA直接比对到人的DNA上，可能会出现问题，有可能跨越了一个内含子，tophat2考虑了这个问题，它将reads根据注释文件分开成短序列，重新比对；
nohup tophat2 -p 8 -o $output_dir $h19_index $fastq_1 $fastq_2 > $log 2>&1 &
//$output_dir是一个文件夹，输出结果到这个文件夹中，h19是人的基因组版本，包括h19和h38，h19包含信息丰富。
//$fastq_1 $fastq_2是质控完没有比对到rRNA上的序列。
这个是最终的结果，有map到rRNA的，有没有map到rRNA的；蓝色的文件夹就是tophat2的运行结果。
那么将蓝色文件夹展开：
.bam是最终的比对结果;.txt是比对中的总结情况；.info没有直接map到连续的基因组上，需要切一些reads,加工reads的文件保存在info里；unmapped.bam是一层层都没有比对到的，可能是基因组上未注释过的、测序问题。
下面是bam文件的讲解： 头部和比对信息，bam是压缩格式；
⑥得到bam文件后，对基因表达量进行评估
nohup cufflinks -o $cufflink_dir -p 4 -G $hg19_gtf $bam_file > $log 2>&1 &
2020-4-30更新——————————
https://www.jianshu.com/p/9c99e09630da
到底什么是bam文件，和sam有什么不同，
bam是sam的二进制，SAM是一种序列比对格式标准，SAM分为两部分，注释信息（header section）和比对结果部分（alignment section）。
具体的我都没往下看，太麻烦了。
//-o输出到文件夹里，-G是需要用的转录组的参考文件，需要输入bam文件
这个是cufflink的输出文件。fpkm是衡量基因表达量的数值，一个基因有不同的内含子和外显子，不同的外显子之间可以形成不同的转录本，每一个转录本可以翻译成不同的蛋白，这些蛋白互相之间就是isoforms（亚型），对于不同的转录本来说基因有一个表达量，这就是基因的fpkm和isoform的fpkm。
基因表达量详解:
一对pair可以确定一个fragment，每测1Mreads，平均1kb上就能回帖多少reads，这个reads的数量就是对应的fpkm数值。
【每一个外显子上比对了多少reads/整个的外显子整体长度（以kb为单位）/总的测序量（以M为单位）】
校正了基因的长短。
⑦计算基因表达差异，使用cuffdiff
nohup cuffdiff -o $out_dir -p 8 --labels $label --min -reps-for-js-test 2 $hg19_ gtf $ctrl_bam $treat_bam > $log 2>&1 &
--lables是文件的输入次序，如上label=hela.ctrl,hela_treat；--min 每个treat里有几个repeat，你看上边ctrl_bam是两个，要和treat_bam数量一致且>=2。
这是运行结果，对gtf中有的基因都进行了检测，
//其中cds是：蛋白质编码区。
cuffdiff做了一个比较特殊的T-test。
⑧在R中处理基因表达差异
locus是基因的范围；sample1一般是ctrl组，sample2一般是treatment组；status中notest说至少有一个fpkm没算出来，OK是指两个reads的都较可信；q_value是p_value的矫正值，<0.05一般认为显著。
fold-change是样本质检表达量的差异倍数。一般要求fold-change>2，并且condition1和2要同时>1，或者至少有一个fpkm>1。
严格的标准是：1, log2(treat/ctrl)的绝对值大于1；2. FPKM要都大于1。
